Бактериальную культуру готовят для
заражения согласно схеме опыта или инструкции
по выделению определенного микроорганизма,
что указано в схеме по диагностике диагностики
инфекционной болезни. Кроме материала
для заражения, следует подготовить белую
вату, спирт, заготовить этикетки на клетки
подопытных животных, а также заранее
простерилизованные маленькие пакетики
с ватой и т.д. На этикетках для клеток
(банок) указывается фамилия ответственного
за данный опыт сотрудника, дата, количество
и вид животных, чем привиты, метод прививки
и вводимая доза.
4.1 Подготовка шприцов
к заражению
Для обеспечения безопасности
при заражении животных разработаны специальные
методические приёмы, включающие в себя:
Подготовку шприцов для заражения |
Наполнение шприцов заразным
материалом |
Заражение животных |
Разборка шприцов после заражения |
Обеззараживание |
Шприцы должны отвечать следующим требованиям:
поршень должен плотно входить в цилиндр,
не выпадать из него, свободно двигаться
в нём, не пропускать набранную для контроля
воду за поршень, цилиндр не должен иметь
трещин.
При сборке шприца после проверки
иглы на проходимость, определяют притёртость
иглы к канюле цилиндра – шприц насухо
вытирают стерильным ватным тампоном,
наполняют через иглу водой из стерилизатора,
воду под большим давлением выпускают
и проверяют место насадки иглы – отсутствие
капель в этом месте свидетельствует о
правильной сборке шприца, плотной притёртости
иглы к канюле и пригодности его к работе
с инфекционным материалом. Наполнение
шприца инфекционным материалом проводят
над ёмкостью с дезраствором. При наполнении
шприца следует избегать попадания в него
пузырьков воздуха. Пузырьки воздуха из
шприца с инфекционным материалом удалять
категорически запрещается. Вводить животным
материал с пузырьками воздуха не рекомендуется,
т.к. это может повлечь за собой образование
капель при извлечение иглы после заражения.
В этом случае инфекционный материал следует
выпустить в тампон, погружённый в дезраствор,
шприц разобрать и поместить в ёмкость
для кипячения. Для дальнейшего заражения
использовать запасной шприц. Шприц с
инфекционным материалом следует держать
над ёмкостью с дез. раствором горизонтально
между указательным и средним пальцем
снизу и большим пальцем сверху, не касаясь
поршня.
Разборка шприцов после заражения
проводится над ёмкостью, предназначенной
для кипячения последних. Для предотвращения
разбрызгивания при разборке шприц должен
быть опущен в ёмкость иглой вниз. Осторожно
пинцетом последовательно снимается и
опускается игла, поршень и цилиндр. Пинцет
после разборки опускают в стакан со спиртом.
При наличии в шприце остатков инфекционного
материала его перед разборкой шприца
выпускают в тампон, погружённый в дез.
раствор.
Инструменты тотчас после окончания
инъекции разбираются (шприцы) и вновь
кипятятся 10 минут и больше (в зависимости
от прививочного материала). Инструменты
после кипячения вытирают досуха и хранят
в коробках в шкафу. Иглы после кипячения
необходимо тщательно продуть, затем вставить
мандрен, т. е. нержавеющую латунную проволочку.
Стальные иглы (с мандренами), в целях предохранения
их от ржавчины, можно хранить также в
насыщенном на холоду и профильтрованном
растворе буры или же в жидкости следующего
состава: карболовая кислота (жидкая) 0,3
мл + сода двууглекислая 1,5 г + формалин
2 мл + дистиллированная вода 100 мл.
5. Фиксация,
методы заражения и взятия крови у лабораторных
животных
5.1 Фиксация животных
При заражении лабораторных
животных применяют различные, в
зависимости от вида животных и метода
введения материала, способы фиксации.
Для этой цели предложено довольно большое
количество всякого рода станков, досок-фиксаторов
и т.п., но в обычной диагностической работе
вполне можно обойтись без подобных приспособлений.
Исключение составляет только заражение
кроликов в мозг или под твердую мозговую
оболочку, когда необходим фиксирующий
столик.
В обычных условиях фиксация животных
производится следующим образом. Кроликов
помещают на стол в левом боковом положении,
головой вправо от оператора. В этот момент
фиксируют кролика правой рукой за кожную
складку на спине; левую же руку ладонью
вверх подводят под живот кролика, ближе
к задним конечностям. Затем захватывают
между указательными средним пальцами
левое бедро (возможно выше), а большой
палец охватывает тело животного со стороны
правого паха. Приподняв заднюю часть
животного и, освобождая правую руку, подводят
ее (ладонью вверх) под грудную клетку
позади передних конечностей. Затем захватывают
указательным и средним пальцами выше
локтя левую ногу, а большим пальцем охватывают
грудь в области правой подмышки так, чтобы
правая нога была вынесена вперед. После
этого кролика снимают со стола и вытягивают
во всю длину.
Для внутривенных инъекций удобнее
всего завертывать («пеленать») кролика
в кусок плотного материала, предварительно
подогнув ему ноги под живот; голову кролика
оставляют свободной. Животное при этих
способах фиксации держит помощник.
Для этой цели существуют также специальные
закрытые ящики (боксы) с отверстием только
для головы.
Туловище кролика плотно зажимают между
коленями или прижимают локтем левой руки,
оставляя свободной для проведения необходимых
манипуляций голову животного, повернутую
вправо.
Фиксация головы кролика. Для этого удобно
пользоваться боксом (рисунок 1), имеющим
вид ящика с верхней выдвижной крышкой.
Передняя стенка ящика состоит из двух
частей: укрепленной неподвижно нижней,
и выдвигающейся верхней. Посередине передней
стенки имеется круглое отверстие диаметром
5 см, состоящее из двух половин: одна половина
вырезана на нижней, другая – на верхней
выдвигающейся части передней стенки.
Через это отверстие выводят наружу и
фиксируют голову кролика. В задней части
ящика с внутренней стороны на обеих боковых
стенках набито по нескольку вертикальных
планок, между которыми находятся пазы.
Вставляя вертикально фанерную дощечку
в тот или иной паз, можно увеличивать
или уменьшать длину бокса.
Рисунок 1. Бокс для фиксации
головы кролика
Длина бокса 40 см, ширина 15 см,
высота 15,5 см (высота нижней передней стенки
9 см, верхней—6,5 см). Фиксация кролика
в боксе описанной конструкции осуществляется
следующим образом. Выдвигают верхнюю
крышку бокса и вынимают верхнюю половину
передней стенки. В ящик сажают кролика
так, чтобы шея его проходила через выемку
нижней половины передней стенки, после
чего голову животного фиксируют, опуская
на нее верхнюю половину передней стенки.
В один из пазов вдвигают фанерную дощечку;
ограничивая тем самым возможность движений
кролика в ящике, а затем закрывают верхнюю
крышку, которая фиксирует подвижную часть
передней стенки.
Фиксация кролика и других лабораторных
животных (морские свинки, крысы) в лежачем
положении на спине или животе.
Для фиксации кроликов и других
животных (морские свинки, крысы) в лежачем
положении на спине или животе пользуются
специальными станками. Наиболее просто
устроенный станок представляет собой
обычную доску на низких ножках, по размерам
соответствующую тому или другому виду
животного. На ребрах боковых сторон доски
имеется по 2 крючка или петли. У одного
из узких краев находится приспособление
для фиксации головы животного – головодержатель.
Он представляет собой надеваемое на голову
животного кольцо, соединенное со штативом.
При помощи винтов высоту кольца на стойке
штатива можно регулировать.
Животное кладут в удобном для
опыта положении, спиной или животом кверху.
Все 4 лапы продевают в петли, сделанные
из бинта, которые затем плотно затягивают.
Свободные концы тесемок из бинта (в первую
очередь от передних лап и во вторую –
от задних) привязывают к крючкам или петлям
доски. Фиксацию животного к станку производят
с помощником.
Фиксация морской
свинки руками. Морскую свинку брюшком кверху
или наружу (рисунок 2) берут левой рукой
так, чтобы II палец находился под шеей,
а I и III пальцы – под передними конечностями
животного. Правой рукой свинку поглаживают
по животу до тех пор, пока она не успокоится,
и только после этого приступают к намеченной
операции, придерживая задние лапы животного
правой рукой.
Рисунок 2. Фиксация морской
свинки руками
Фиксация
крыс. Складку кожи в области
затылка захватывают корнцангом, плотно
прижимая голову животного к поверхности
стола. Другой рукой берут хвост крысы
и, приподняв ее над поверхностью стола,
держат в таком положении, чтобы голова
слегка оттягивалась корнцангом (рисунок
3).
Рисунок 3. Фиксация
крыс корнцангом
Фиксация
мышей. Мышь пускают по столу,
придерживая ее I и II пальцами правой руки
за кончик хвоста. Когда, продвигаясь в
каком-либо направлении, мышь натянет
хвост, быстрым движением левой руки хватают
ее за складку кожи в области затылка,
ближе к ушам, чтобы она не могла поворачивать
голову (рисунок 4а). Подняв мышь над
столом, помощник держит ее на весу одной
рукой за хвост, другой – за складку кожи
на затылке, несколько растягивая в положении,
удобном для экспериментатора.
Рисунок 4. Фиксация
мыши
Работать с мышами
можно и без помощника, фиксируя их левой
рукой: I и II пальцами левой руки животное
захватывают за складку кожи в области
затылка, а остальными 3 пальцами, прижав
их к запястью, придерживают хвост и кожу
в области крестца (рисунок 4б). При таком
способе фиксирования правой свободной
рукой можно производить различные операции.
5.2 Способы
заражения
В зависимости от цели исследования пользуются
различными способами заражения: внутрикожным,
подкожным, внутримышечным, внутрибрюшинным,
внутривенным, пероральным или интраназальным
и др. При перечисленных способах, за исключением
перорального и интраназального, заражение
осуществляется с помощью шприца.
Взвесь микробной культуры, эмульсию
из зараженных органов или кровь больного
осторожно набирают в шприц, после чего
конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным
5% раствором хлорамина, 5% раствором карболовой
кислоты или спиртом. Повернув шприц иглой
кверху, осторожно выпускают из него пузырьки
воздуха. Загрязненную вату бросают в
банку с дезинфицирующим раствором.
Наркоз
лабораторных животных
Для наркоза чаще всего применяют эфир
или хлороформ. Мышей усыпляют в банке
с притертой пробкой, куда опускают кусочек
ваты, смоченной эфиром или хлороформом.
Эфиром чаще всего пользуются для наркоза
мышей, крыс, морских свинок, кроликов
и собак. Кошек обычно наркотизируют хлороформом,
но можно пользоваться для этой цели смесью
спирта с хлороформом и эфиром (в равных
объемах).
Применяют также 10% раствор уретана под
кожу в дозах: для мышей – 0,15 мл, для крыс
– 2-3 мл, для морских свинок – 1,5-3 мл и для
кроликов – 8 -12 мл. Наркоз наступает обычно
через 45 – 60 минут. Несомненно, существуют
и более современные схемы и препараты
для обезболивания и наркоза лабораторных
животных.
5.2.1 Внутрикожный
метод
При этом способе применяют
тонкие (№18-20) острые иглы с небольшим
скосом.
После тщательного выстригания
или бритья место инъекции протирают спиртом,
захватывают пальцами левой руки кожную
складку, в которую и вводят, почти параллельно
складке, очень тонкую иглу. При попадании
в кожу материал поступает только при
довольно сильном надавливании на поршень
шприца и образует на месте инъекции возвышение
эпидермиса в виде пузырька (горошины).
Если такого пузырька не образовалось,
значит введенный материал попал не в
толщу кожи, а в подкожную клетчатку. Материал
внутрикожно вводят в небольших количествах
(0,1 – 0,2 мл).
Иногда исследуемый материал
втирают в неповрежденную или скарифицированную
кожу, соответствующий участок которой
предварительно освобождают от шерсти,
обрабатывают спиртом и хорошо высушивают.
Скарификацию кожи производят скальпелем,
оспенным пером или хирургической иглой
путем нанесения насечек, царапин. Материал
(1 – 2 капли) втирают стеклянной палочкой
или шпателем в недоступных слизыванию
местах.
5.2.2 Подкожный способ
заражения
Кожу в месте введения материала
берут у ее основания, приподнимают I и
II пальцами левой руки. Иглу шприца вкалывают
снизу образовавшейся складки. Проколов
кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров,
иглу отклоняют вправо или влево и затем
медленно вводят материал, содержащийся
в шприце. Изменять направление иглы под
кожей рекомендуется для того, чтобы введенное
вещество не выступало через прокол кожи
наружу. Затем складку кожи опускают, на
место укола накладывают ватный тампон,
смоченный спиртом или спиртовым раствором,
а иглу быстро вынимают. Наиболее удобными
местами для подкожного введения материала
у кроликов и морских свинок являются
область спины и боковые поверхности несколько
ниже подмышечных впадин, у крыс и мышей-область
спины, крестца и затылка. Количество жидкости,
вводимой подкожно, не должно превышать
30 мл для кроликов, 15 мл – для морских свинок,
10 мл – для крыс и 1 мл – для мышей.
5.2.3 Внутримышечный
способ заражения
Выбирают участок тела с наиболее
развитым мышечным слоем. У кроликов, морских
свинок, крыс и мышей таким местом является
наружная верхняя треть бедра задней лапы.
Захватывают I и II пальцами левой руки
толстую мышечную складку и вводят иглу
почти под прямым углом в глубь мышц. Объем
жидкости, допустимый для внутримышечного
введения, составляет для кроликов 8 мл,
для морских свинок – 5 мл, для крыс – 3
мл, для мышей – 0,5 мл.
5.2.4 Внутрибрюшинный
способ заражения
Помощник держит животное вниз
головой. В этом положении кишечник смещается
в сторону диафрагмы, что в значительной
мере уменьшает возможность его повреждения
в момент прокола. У животных (за исключением
мышей) в нижней трети живота, несколько
отступя от средней линии, делают скальпелем
или остроконечными ножницами надсечку
кожи длиной 2 – 3 мм и через нее вводят
притупленную иглу, держа шприц перпендикулярно
к брюшной стенке. Преодолевая сопротивление,
очень осторожно, буравящими движениями
иглу продвигают вглубь. Чувство «провала»,
исчезновение ощущения сопротивления
на пути говорят о проникновении иглы
в брюшную полость. После этого иглу переводят
в вертикальное положение и вводят содержащийся
в шприце материал в полость брюшины. Внутрибрюшинно
можно вводить до 30 мл жидкости кроликам,
до 10 мл – морским свинкам, до 5 мл – крысам,
до 2 мл – мышам.
5.2.5 Внутривенное
заражение кроликов
Кроликов заражают в краевую
вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают
шерсть, затем это место слегка пощелкивают
кончиками пальцев, чтобы вызвать гиперемию
сосудов, и протирают ватой, смоченной
в 70% спирте или ксилолом.
Но многократное применение
ксилола не рекомендуется ввиду сильного
раздражения кожи. После обработки кожи
ксилолом его необходимо снять с поверхности.
После явного набухания вены под ухо подводят
II палец левой руки. Прокол вены следует
делать ближе к верхушке уха, так как при
частых уколах возможна облитерация сосуда
в этом месте, но проксимальный участок
вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться,
правильно ли введена игла, вводят сначала
небольшое количество материала. При нахождении
иглы в полости вены материал вводится
свободно, в противном же случае жидкость
из шприца вытекает с трудом, а на ухе в
месте введения образуется вздутие. Если
игла не попала в вену, ее вынимают и вводят
повторно в другое место, ближе к основанию
уха. По окончании введения нижний участок
вены слегка придавливают, а к месту укола
прикладывают кусочек стерильной ваты,
смоченной спиртом или спиртовым раствором
йода, после чего из вены извлекают иглу.
Внутривенно кроликам можно вводить до
20 мл жидкости.